Streszczenie
Termolabilne związki związane z długowiecznością oraz polifenolowe substancje bioaktywne często podlegają sprzężonym stresom termicznym, oksydacyjnym, mechanicznym oraz zmianom pH podczas procesów wytwarzania (np. mieszaniu wysokościnającemu, homogenizacji wysokociśnieniowej i suszeniu rozpyłowemu), co może przyspieszać degradację chemiczną i obniżać aktywność produktu. W związku z tym wymagane jest określenie ilościowych, istotnych procesowo parametrów stabilności w celu zdefiniowania przestrzeni projektowych wytwarzania oraz ukierunkowania ochronnych strategii formulacyjnych.[1–3]
Metody zastosowane w niniejszej syntezie koncentrują się na ilościowych dowodach wyekstrahowanych z badań opisujących (i) przejścia termodynamiczne/termiczne analizowane metodami DSC/TGA (topnienie, początek rozkładu, przejścia szkliste oraz etapowy ubytek masy) oraz (ii) kinetykę degradacji (modele pseudo-pierwszorzędowe/pierwszorzędowe, energie aktywacji Arrheniusa, zależności od pH oraz miary czasu do rozkładu określonej frakcji) dla prekursorów NAD⁺ (NR/NRH/NMN), stylbenoidów (układów powiązanych z resweratrolem), flawonoidów (kwercetyny, fizetyny, rutyny/estrów) oraz kurkuminoidów.[4–11]
Wyniki pokazują, że kilka reprezentatywnych związków związanych z długowiecznością charakteryzuje się wąskimi oknami przetwarzania termicznego w określonych stanach fizycznych. Chlorek rybozydu nikotynamidu (NRCl) wykazuje początek topnienia przy 120.7 ± 0.3 °C z szybkim rozkładem po stopieniu (np. 98% degradacji w 130 °C oznaczona metodą qNMR), podczas gdy degradacja w środowisku wodnym przebiega zgodnie z kinetyką pseudo-pierwszego rzędu z energią aktywacji 75.4–82.8 kJ·mol⁻¹ w zależności od pH.[4]
W przypadku trans-resweratrolu kinetyka degradacji jest silnie zależna od pH i temperatury (np. okres półtrwania skraca się z 329 dni przy pH 1.2 do 3.3 minut przy pH 10), a ekstrapolacja badań przyspieszonych w matrycach tabletek może mieć charakter nie-Arrheniusowski.[7, 12]
Operacje jednostkowe o wysokim ścinaniu mogą indukować lokalny wzrost temperatury i środowisko utleniające, co wykazano na przykładzie homogenizacji wysokościnającej, w której temperatura na wylocie rosła wraz z prędkością obrotową, co zbiegło się z 42.6% stratą kwasu askorbinowego przy 20,000 rpm, oraz mechanizmów homogenizacji wysokociśnieniowej obejmujących ścinanie w zaworze, kawitację i turbulencje przy >100 MPa.[13, 14]
Wnioski wskazują na potrzebę integracji danych o przejściach termodynamicznych (DSC/TGA/Tg) z modelami kinetycznymi (metodami Arrheniusa, nie-Arrheniusowskimi oraz izokonwersyjnymi) w celu tworzenia map czas–temperatura–ścinanie oraz racjonalnego doboru strategii łagodzenia tych zjawisk, w tym kapsułkowania, amorficznych dyspersji stałych, układów cyklodekstryna/nanogąbka, kontroli poziomu tlenu oraz minimalizacji ścinania/temperatury.[15–18]
Słowa kluczowe: termolabilne substancje bioaktywne; kinetyka degradacji; Arrhenius; DSC; TGA; homogenizacja wysokociśnieniowa; suszenie rozpyłowe; prekursory NAD⁺
1. Wprowadzenie
Związki związane z długowiecznością są coraz częściej formułowane jako nutraceutyki, żywność funkcjonalna oraz zaawansowane systemy dostarczania, co wymusza stosowanie procesów wytwórczych narażających substancje aktywne na skumulowane czynniki stresogenne, w tym ogrzewanie, kontakt z tlenem, aktywność wody, wahania pH oraz intensywny dopływ energii mechanicznej.[3, 5, 14, 19]
W przypadku chemii prekursorów NAD⁺ stabilność w roztworach wodnych oraz w stanie stałym ma kluczowe znaczenie, ponieważ reaktywność może zachodzić na drodze hydrolizy motywów glikozydowych lub wiązań fosforanowych, a także ze względu na to, że temperatury procesowe mogą przekraczać progi przejść fazowych w stanie stałym, które poprzedzają szybki rozkład.[4, 6]
W przypadku polifenoli i powiązanych roślinnych substancji aktywnych ograniczenia stabilności obejmują autooksydację, epimeryzację oraz utlenianie enzymatyczne do chinonów, które są wrażliwe na temperaturę, pH, jony metali oraz dostępność tlenu podczas przetwarzania.[17]
Praktyczną konsekwencją jest to, że projektowanie procesów wytwórczych nie może opierać się wyłącznie na nominalnej temperaturze masy; zamiast tego musi ono integrować (i) wskaźniki termodynamiczne, takie jak przejście szkliste, topnienie i początek rozkładu, oraz (ii) modele kinetyczne odzwierciedlające zależność degradacji od czasu, temperatury, pH, tlenu oraz (tam, gdzie jest to mierzalne) dopływu energii mechanicznej.[4, 9, 10, 14, 15]
Niniejsza praca stanowi syntezę dowodów ilościowych dotyczących reprezentatywnych związków związanych z długowiecznością i powiązanych substancji bioaktywnych, dla których przytoczone źródła dostarczają jednoznacznych parametrów przejść termodynamicznych i/lub parametrów kinetycznych, oraz odnosi te dane do profili obciążeń w operacjach jednostkowych o wysokim ścinaniu, w tym mieszania o wysokim ścinaniu, homogenizacji wysokociśnieniowej/mikrofluidyzacji, mielenia mechanochemicznego oraz suszenia rozpyłowego.[1, 14, 15, 20]
2. Ramy termodynamiczne
Stabilność termodynamiczna w kontekście produkcyjnym jest oceniana operacyjnie przy użyciu mierzalnych zdarzeń termicznych (DSC/TGA) oraz deskryptorów stanu (np. postać amorficzna a krystaliczna; temperatura przejścia szklistego), które wskazują, kiedy związek lub preparat przechodzi w stany o wyższej mobilności molekularnej, a tym samym wyższych szybkościach reakcji lub odmiennych mechanizmach.[4, 9, 15]
2.1 Energia swobodna Gibbsa i stabilność fazowa
Kilka uwzględnionych źródeł jawnie oblicza zmiany energii swobodnej Gibbsa dla procesów degradacji lub destrukcji termicznej, dostarczając termodynamicznej miary wykonalności procesu w określonych warunkach.[8, 19]
W przypadku NR borate spontaniczność degradacji oceniono na podstawie obliczeń energii swobodnej Gibbsa, uzyskując wartość ΔG wynoszącą 2.43 kcal·mol⁻¹.[19]
Dla rutyny i estrów rutyny z kwasami tłuszczowymi w warunkach pirolitycznych, wartości ΔG były dodatnie (84–245 kJ·mol⁻¹) przy jednoczesnych dodatnich wartościach ΔH (60–242 kJ·mol⁻¹), co wskazuje na endotermiczny i niespontaniczny profil pirolizy w przedstawionej analizie.[8]
W ujęciu formalizmu kinetycznego kilka źródeł stosuje również zależności stanu przejściowego i energii swobodnej, na przykład wykorzystując do interpretacji aktywacji hydrolizy w układzie kompleksu curcumin spiroborate.[21]
2.2 Przejście szkliste, topnienie i początek rozkładu
Metody DSC i TGA dostarczają komplementarnych wskaźników ryzyka procesowego: zjawiska topnienia lub mięknięcia mogą gwałtownie zwiększyć dyfuzję i umożliwić szybką przemianę chemiczną, natomiast początek utraty masy w badaniu TGA może wskazywać na rozpoczęcie nieodwracalnego rozkładu nawet w pozornym stanie stałym.[4, 9, 15]
Dla NRCl badanie DSC wskazuje na początek topnienia przy 120.7 ± 0.3 °C i pik topnienia przy 125.2 ± 0.2 °C, po czym następuje natychmiastowe, gwałtowne zdarzenie egzotermiczne z pikiem przy 130.8 ± 0.3 °C.[4]
Zgodnie z sekwencją zdarzeń DSC, oznaczenie ilościowe metodą qNMR wykazuje ograniczoną degradację przy 115 °C (2%), lecz szybki ubytek w obszarze topnienia i powyżej niego (7% przy 120 °C; 55% przy 125 °C; 98% przy 130 °C; pozostało jedynie 0.45% NR przy 140 °C).[4]
W przypadku NMN jedno ze źródeł wskazuje, że związek ten raczej ulega rozkładowi, niż wykazuje wyraźne przejście topnienia, przy czym rozkład rozpoczyna się przy 160 °C, a kończy przy 165 °C, z endotermycznym pikiem DSC przy 162 °C i entalpią rozkładu wynoszącą 184 kJ·mol⁻¹.[6]
W przypadku quercetin połączona interpretacja DSC/TGA wskazuje, że intensywny pik endotermiczny DSC (maksimum przy 303 °C) jest powszechnie błędnie przypisywany topnieniu, podczas gdy badanie TGA wykazuje, że rozkład rozpoczyna się przy 230 °C, a pik endotermiczny nakłada się na ciągłą utratę masy; raportowane „ciepło topnienia” dla piku przy 303 °C wynosi 69–75 kJ·mol⁻¹.[9]
W przypadku fisetin badanie TGA wykazuje niewielką utratę masy (~5%) przypisywaną odparowaniu wody z próbki krystalicznej oraz główne zdarzenie utraty masy (~30.6%) przy 369.6 °C przypisywane rozkładowi cząsteczki.[15]
W przypadku curcumin w atmosferze obojętnego azotu jedno z badań wskazuje, że surowy curcumin wykazuje złożony proces rozkładu rozpoczynający się około 240 °C (5% utraty masy) z pikiem DTGA przy 347 °C i 37% pozostałości przy 600 °C (przy 10 °C·min⁻¹).[18]
2.3 Stabilność postaci amorficznej i krystalicznej
Formulacje amorficzne mogą poprawić rozpuszczalność i biodostępność, lecz mogą również zmieniać zachowanie termiczne i stabilność poprzez zwiększenie mobilności molekularnej w stosunku do form krystalicznych, co czyni temperaturę przejścia szklistego (Tg) krytycznym parametrem stabilności.[15, 16]
Otrzymane mechanochemicznie amorficzne dyspersje stałe (ASDs) fisetin wykazują mierzalne wartości Tg w drugich skanach ogrzewania oraz wykazują przesunięcia kompozycyjne Tg zgodne z mieszalnością: surowy Eudragit® L100/EPO wykazuje Tg 147.1/55.4 °C, podczas gdy ASDs fisetin wykazują wartości Tg takie jak 144.2/71.8 °C i 145.9/76.7 °C w zależności od polimeru i zawartości substancji czynnej.[15]
W przypadku nanogąbek z resveratrol i oxyresveratrol badanie DSC pokazuje, że endotermia topnienia resveratrol (266.49 °C) zanika w formulacjach nanogąbek, co autorzy przypisują enkapsulacji i możliwej amorfizacji cząsteczek leku w macierzy nanogąbki.[16]
W przypadku quercetin sugeruje się, że wiązania wodorowe zarówno ograniczają mięknięcie przypominające topnienie, jak i ułatwiają rozkład poprzez osłabienie wiązań, a połączona interpretacja DSC/TGA pozwala na wyciągnięcie wniosku, że quercetin nie ulega prostemu topnieniu, lecz przechodzi nakładający się rozkład i relaksację strukturalną/mięknięcie w zakresie 150–350 °C.[9]
3. Modele i parametry kinetyki degradacji
Włączone do analizy źródła wykorzystują szereg modeli kinetycznych (pierwszego rzędu, pseudopierwszego rzędu, wyższego rzędu lub modele sigmoidalne) oraz metod określania zależności od temperatury (zgodnie z równaniem Arrheniusa, a w niektórych przypadkach wykazujących zachowanie nie-Arrheniusa), co często jest uwarunkowane zależnością od pH oraz złożoną, wielokierunkową degradacją.[4, 7, 22]
3.1 Modele rzędu reakcji
Szeroko stosowanym punktem odniesienia dla degradacji w fazie roztworu jest zintegrowany model pierwszego rzędu, który pojawia się w wielu uwzględnionych badaniach jako podstawowe dopasowanie do danych stężenia w czasie w kontrolowanych warunkach pH i temperatury.[4, 11, 12]
W przypadku NRCl w buforowanych roztworach wodnych degradację opisuje się jako reakcję pseudopierwszego rzędu, a ta forma pseudopierwszego rzędu jest uzasadniona przez układy buforowe utrzymujące stężenia OH⁻/H₃O⁺ w dużym nadmiarze i na w przybliżeniu stałym poziomie w stosunku do stężenia NR.[4, 23]
W przypadku fisetin i quercetin w buforze fosforanowym raportowane wyniki są przedstawiane jako stałe szybkości degradacji pierwszego rzędu k (h⁻¹), które silnie rosną wraz z pH i temperaturą.[24]
W przypadku quercetin w temperaturze 90 °C przy pH bliskim obojętnego (6.5–7.5) wdrożono model sigmoidalny i porównano go z modelem pierwszego rzędu, przy czym model sigmoidalny dał wartości k o 2.3–2.5× wyższe niż dopasowania pierwszego rzędu oraz odmienną interpretację okresu półtrwania przy pH 7.5.[22]
Dla markerów suszonych rozpyłowo ekstraktów roślinnych zaraportowano różne pozorne rzędy reakcji w zależności od układów substancji pomocniczych, w tym modele zerowego i drugiego rzędu dla kaempferol (w binarnych układach substancji pomocniczych) oraz model drugiego rzędu dla quercetin w różnych substancjach pomocniczych.[20]
3.2 Ujęcie Arrheniusa i Eyringa
Zależność od temperatury jest często modelowana za pomocą równań typu Arrheniusa, a wiele źródeł jawnie oblicza energie aktywacji w celu parametryzacji prognoz okresu trwałości i ekspozycji termicznej procesu.[4, 10, 12]
W przypadku degradacji NRCl w roztworze wodnym, aktywacyjne energie Arrheniusa są raportowane jako 75.4 (±2.9) kJ·mol⁻¹ przy pH 2.0, 76.9 (±1.1) kJ·mol⁻¹ przy pH 5.0 oraz 82.8 (±4.4) kJ·mol⁻¹ przy pH 7.4.[4]
Dla trans-resveratrol przy pH 7.4, analiza Arrheniusa jest raportowana jako log(kobs)=14.063−4425(1/T) (r = 0.97) z obliczoną energią aktywacji wynoszącą 84.7 kJ·mol⁻¹.[12]
Dla curcumin w mieszaninie buforu i metanolu przy pH 8.0, analiza Arrheniusa w zakresie temperatur 37–60 °C daje Ea=79.6±2.2 kJ·mol⁻¹.[10]
Dla curcumin w środowiskach wodnych istotnych dla układu pokarmowego (GI), wykresy Arrheniusa wykazują wysoką liniowość w zakresie 37–80 °C (wartości r² raportowane jako 0.9967, 0.9994, 0.9886 dla różnych środowisk), z energiami aktywacji określonymi odpowiednio jako 16.46, 12.32 i 9.75 kcal·mol⁻¹ dla pH 7.4, pH 6.8 oraz 0.1 N HCl.[11]
Analiza Eyringa pojawia się również w badaniu hydrolitycznego rozkładu curcumin spiroborate ester (CBS), w którym wykres Eyringa wykazuje zależność liniową ze współczynnikiem korelacji wynoszącym 0.9988.[21]
3.3 Metody izokonwersyjne i bezmodelowe
W kilku badaniach degradacji termicznej zastosowano metody izokonwersyjne (np. KAS, FWO, Friedman) do obliczenia energii aktywacji zależnych od stopnia konwersji, co pozwala na identyfikację wieloetapowego rozkładu i zmian mechanizmu.[8, 18, 25]
Dla rutin oraz estrów kwasów tłuszczowych rutin, energie aktywacji zmieniają się znacząco wraz ze stopniem konwersji w zakresie 0.05 < α < 0.90, przy czym raportowane przedziały wynoszą od 65 do 246 kJ·mol⁻¹; autorzy interpretują to jako dowód na to, że degradacja termiczna przebiega w sposób złożony, wieloetapowy.[8]
W przypadku klatratów resveratrol–β-cyclodextrin energia aktywacji rośnie wraz ze stopniem przemiany, przy czym odnotowano wzrosty z 110 do 130 kJ·mol⁻¹ (metoda OFW) oraz z 120 do 170 kJ·mol⁻¹ (metoda Friedman), co interpretuje się jako wskazanie na zmianę mechanizmu reakcji w miarę postępu rozkładu.[25]
Dla układów polimerowych obciążonych curcumin pod azotem, energie aktywacji wyznaczone za pomocą wielu podejść (Kissingera, KAS, Friedmana oraz dopasowywania modeli) wykazują zbliżone wartości (np. 71 ± 5 kJ·mol⁻¹ wg metody Kissingera; 77 ± 2 wg KAS; 84 ± 3 wg Friedmana), a selekcja modeli wskazuje na model kinetyczny F1 z energiami w zakresie 73–91 kJ·mol⁻¹.[18]
3.4 Sprzężona degradacja termomechaniczna i oksydacyjna
Operacje produkcyjne o wysokim ścinaniu mogą sprzęgać dyssypację energii mechanicznej z lokalnym nagrzewaniem i intensywniejszym transferem tlenu, tym samym potęgując ścieżki uwarunkowane utlenianiem w bioaktywnych substancjach wrażliwych na tlen.[13, 14, 17]
Podczas homogenizacji układu napoju z wysokim ścinaniem, temperatura na wylocie wyraźnie wzrasta wraz z prędkością obrotową (np. od 4.1 ± 0.7 °C przy 0 rpm do 41 ± 1.2 °C przy 20,000 rpm), a przy najwyższej prędkości ilość ascorbic acid ulega redukcji o 42.6%, co jest spójne z promowaniem degradacji przez wysoką temperaturę i utlenianie.[13]
W homogenizacji wysokociśnieniowej (HPH) mechanizm procesu jest jednoznacznie przypisywany rozkładowi naprężeń ścinających w gnieździe zaworu, gdzie ruch płynu ulega zaburzeniu, oraz dodatkowym zjawiskom, takim jak kawitacja, turbulencja, kolizje i uderzenia, które wspólnie generują intensywne naprężenia mechaniczne i potencjalnie oksydacyjne.[14]
Sprzężenie oksydacyjne wykazano również w eksperymentach termicznego utleniania dla quercetin: w temperaturze 150 °C degradacja quercetin przebiega szybciej w atmosferze tlenu niż azotu (stałe szybkości 0.868 h⁻¹ vs 0.253 h⁻¹) i ulega silnemu przyspieszeniu w obecności cholesterol i tlenu (stała szybkości 7.17 h⁻¹), co jest spójne z rodnikowo-łańcuchowym sprzężeniem pomiędzy powstawaniem cholesterol hydroperoxide a degradacją quercetin.[26]
Dla NRH, tlen i temperatura wywierają silny wpływ: w temperaturze 25 °C w DI water raportowana szybkość degradacji wynosi 1.27×10⁻⁷ s⁻¹ w obecności powietrza (okres półtrwania 63 dni) w porównaniu do 5.90×10⁻⁸ s⁻¹ pod osłoną N₂ (okres półtrwania 136 dni), a autorzy wskazują, że NRH może ulegać utlenieniu w obecności tlenu oraz szybko hydrolizuje w warunkach kwasowych.[5]
4. Przegląd klas związków
Poniższa synteza skoncentrowana na związkach kładzie nacisk na ilościowe parametry kinetyczne i termodynamiczne, które mogą być bezpośrednio wykorzystane w modelach produkcyjnych, w tym energie aktywacji, stałe szybkości, okresy półtrwania, temperatury początku rozkładu oraz ograniczenia związane z przejściem szklistym lub topnieniem.[4, 11, 12, 15, 24]
4.1 Prekursory NAD⁺
Stabilność prekursorów NAD⁺ jest silnie warunkowana podatnością na hydrolizę oraz niską tolerancją na określone przejścia termiczne (szczególnie w przypadku NRCl w obszarze topnienia) i utlenianie tlenowe (zwłaszcza w przypadku form zredukowanych, takich jak NRH).[4, 5]
NRCl wykazuje kinetykę degradacji pseudopierwszego rzędu w roztworach wodnych oraz charakteryzuje się energiami aktywacji zależnymi od pH (75.4–82.8 kJ·mol⁻¹), co ilościowo odzwierciedla zarówno wrażliwość termiczną, jak i zależność głównego szlaku hydrolizy od pH.[4]
Jako podstawę mechanistyczną proponuje się hydrolizę katalizowaną zasadami, w której stężenie NR maleje, podczas gdy nikotynamid (Nam) i cukier ulegają akumulacji, a dowody oparte na bilansie molowym wskazują, że na każdą ulegającą degradacji cząsteczkę NR powstaje jedna cząsteczka Nam i jedna cząsteczka cukru.[4]
W symulowanych płynach układu pokarmowego (GI) w fizjologicznej temperaturze i przy mieszaniu (aparat łopatkowy USP II przy 75 rpm i 37 °C), NRCl wykazuje stosunkowo ograniczoną stratę krótkoterminową (np. pozostałość rzędu ~97–99% po 2 h w środowisku żołądkowym), lecz mierzalny spadek w dłuższej perspektywie czasowej w symulacji 24 h (pozostałość 79.18 ± 2.68% po 24 h, przy pozostałości 90.51 ± 0.82% po 8 h).[4]
W stanie stałym NRCl wykazuje wąskie okno temperaturowe pomiędzy początkiem topnienia a szybkim rozkładem: DSC wykazuje początek topnienia przy 120.7 ± 0.3 °C i kolejny proces egzotermiczny przy ~130.8 °C, podczas gdy qNMR ilościowo określa gwałtowny wzrost degradacji z 2% przy 115 °C do 98% przy 130 °C.[4]
Jedno ze źródeł jednoznacznie przedstawia te dane jako określające „wyraźną górną granicę temperatury przetwarzania NRCl”, która może wpływać na etapy produkcji suplementów, podkreślając znaczenie progów DSC/qNMR jako sztywnych ograniczeń w procesach prowadzonych w podwyższonej temperaturze.[4]
Boran NR wprowadza strategię stabilizacji motywowaną reaktywnością NR: NR jest opisywany jako posiadający szczególnie niestabilne wiązanie glikozydowe łączące dodatnio naładowany heterocykl pirydyniowy z węglowodanem, co utrudnia jego syntezę, przechowywanie i transport, natomiast stabilizację boranową opisuje się jako zapewniającą wysoką stabilność wobec degradacji termicznej i chemicznej.[19]
Ilościowo rozpuszczalność boranu NR jest silnie zależna od pH (np. 1972.7 ± 15.4 mg·mL⁻¹ przy pH 1.5; 926.0 ± 34.4 mg·mL⁻¹ przy pH 7.4), a model Arrheniusa wskazuje na wyższe szybkości degradacji przy pH 7.4 niż przy pH 1.5 lub 5.0, co jest spójne z wpływem stężenia jonów HO⁻.[19]
Ten sam przegląd podaje energię swobodną Gibbsa degradacji boranu NR na poziomie 2.43 kcal·mol⁻¹ oraz zauważa, że wzrost temperatury o 10 °C w przybliżeniu podwaja szybkość degradacji w każdych warunkach pH, co koresponduje z wrażliwością termiczną obserwowaną dla NRCl.[4, 19]
NRH wykazuje wyraźną wrażliwość na pH i tlen: donosi się o całkowitej degradacji w czasie krótszym niż jeden dzień przy pH 5, podczas gdy przy pH 9 próbki wykazują ~42–45% degradacji po 60 dniach, a w temperaturze 25 °C w wodzie DI w atmosferze powietrza odnotowuje się ~50% degradacji po 60 dniach w porównaniu do ~27% w atmosferze N₂.[5]
Wrażliwość na tlen jest mechanistycznie przypisywana utlenianiu w obecności tlenu oraz hydrolizie przyspieszanej w warunkach kwaśnych, co jest spójne z opisywaniem NRH jako cząsteczki niestabilnej z powodu wiązania N-glikozydowego, podatnej na degradację, hydrolizę i utlenianie.[5]
W przypadku NMN, ilościowe wskaźniki termodynamiczne w stanie stałym obejmują doniesienia o rozkładzie rozpoczynającym się w 160 °C i kończącym się w 165 °C (z endotermicznym pikiem DSC przy 162 °C i entalpią rozkładu wynoszącą 184 kJ·mol⁻¹) oraz dane z przyspieszonych badań stabilności wykazujące szybkość rozkładu na poziomie 0.8% na miesiąc przy 40 °C i 75% RH.[6]
W roztworze wodnym degradacja NMN przebiega według pozornego pierwszego rzędu w temperaturze pokojowej, z równaniem kinetycznym lg(Ct)=0.0057t+4.8172 oraz raportowanymi czasami t0.9=95.58 h i t1/2=860.26 h, a badanie wskazuje, że na szybkość degradacji wpływają przede wszystkim wysoka temperatura i pH.[27]
W celu uwzględnienia praktycznych ograniczeń recepturowych, jedno ze źródeł zorientowanych na produkt zaleca wprowadzanie składnika poniżej 45 °C, aby zapobiec termicznej degradacji wiązania fosfodiestrowego, oraz donosi o degradacji poniżej 5% w przyspieszonych badaniach stabilności w warunkach 40 °C/75% RH przez okres 3 miesięcy dla odpowiednio sformułowanych układów o niskiej zawartości wody.[28]
Główny szlak degradacji NMN jest opisywany jako hydroliza wiązania fosfodiestrowego prowadząca do powstania nikotynamidu i rybozo-5-fosforanu, przy czym zależność od pH opisuje się jako hydrolizę katalizowaną kwasami poniżej pH 4.5 oraz rozszczepienie zależne od zasad powyżej pH 7.5.[28]
4.2 Stilbenoidy
Stilbenoidy obejmują resveratrol i związki pokrewne, które wykazują silną degradację zależną od pH i tlenu, a ich stabilność w rzeczywistych formulacjach może odbiegać od prostej ekstrapolacji Arrheniusa ze względu na efekty matrycowe i wielokierunkowe szlaki degradacji.[7, 12, 29]
W układach wodnych trans-resveratrol jest stabilny w kwaśnym pH, podczas gdy jego degradacja wzrasta wykładniczo powyżej pH 6.8, a okres półtrwania skraca się z 329 dni przy pH 1.2 do 3.3 minuty przy pH 10.[12]
Przy pH 7.4 kinetyka degradacji trans-resveratrolu przebiega zgodnie z kinetyką pierwszego rzędu w badanych temperaturach, a energia aktywacji wynosi 84.7 kJ·mol−1.[12]
Wyjaśnienie mechanistyczne wskazuje, że w kwaśnym pH grupy hydroksylowe są chronione przed utlenianiem rodnikowym przez dodatnio naładowane jony H₃O⁺, podczas gdy w warunkach zasadowych jony fenolanowe zwiększają podatność na utlenianie i tworzenie rodników fenoksylowych, a tlen w środowisku sprzyja reakcjom rodnikowym prowadzącym do degradacji.[12]
Niezależne badania stabilności termicznej w roztworze wodnym (19 mg·L−1) nie wykazują istotnych zmian spektralnych po 30 min w temperaturze do 70 °C, podczas gdy wyższe temperatury prowadzą do ogólnego spadku absorbancji przy 304 nm oraz zmniejszenia absorbancji w zakresie 270–350 nm, co wskazuje na termicznie indukowaną destrukcję w warunkach hydrotermalnych.[30]
Interpretacja mechanistyczna tych doświadczeń hydrotermalnych sugeruje oksydacyjne rozszczepienie wiązania podwójnego oraz powstawanie zawierających fenol produktów degradacji, takich jak hydroksyaldehydy, alkohole i hydroksykwasy, a pasma FTIR są interpretowane jako spójne z powstawaniem aldehydów i kwasów karboksylowych w temperaturze 100–120 °C.[30]
W matrycach tabletek degradacja resveratrolu przebiega zgodnie z jednoeksponencjalną kinetyką pierwszego rzędu z wartościami k wynoszącymi odpowiednio 0.07140, 0.1937 i 0.231 months−1 w temperaturach 25, 30 i 40 °C, jednak zależność ln(k) vs 1/T jest nieliniowa i klasyfikowana jako super-Arrheniusowska, przy czym autorzy sugerują możliwość zachodzenia reakcji wtórnych, wielokierunkowych szlaków reakcji lub występowania efektów matrycowych w wyższych temperaturach.[7]
W tej samej pracy podkreślono, że ekstrapolacja Arrheniusa nie zawsze pozwala na określenie kinetyki degradacji resveratrolu w suplementach, a badania przyspieszone mogą prowadzić do błędnych oszacowań, w tym do zawyżenia stopnia degradacji.[7]
W przypadku związków fenolowych o strukturze stilbenu w układach suchych, obróbka termiczna, taka jak sterylizacja parowa w temperaturze 121 °C przez 20 min, powoduje mierzalne straty (np. zawartość pinosylvinu spadła o 20.98% powierzchni piku), a 24 h suszenie w suszarce w temperaturze 105 °C prowadzi do ponad 50% spadku powierzchni piku dla kilku związków fenolowych, podczas gdy badanie TGA wskazuje na temperaturę rozpoczęcia rozkładu powyżej ~200 °C dla układów pinosylvinu.[31]
4.3 Flavonoids
Flavonoids wykazują wielościeżkową wrażliwość na degradację, na którą wpływają pH, temperatura, tlen oraz interakcje w recepturze, takie jak wiązanie z białkami, a ich zachowanie termiczne w DSC/TGA może obejmować nakładający się rozkład i mięknienie, a nie zwykłe topnienie.[9, 22, 24]
W roztworach buforowych zwiększenie pH środowiska z 6.0 do 7.5 zwiększa stałe szybkości degradacji fisetin i quercetin odpowiednio 24-krotnie i 12-krotnie (np. k dla fisetin z 8.30×10−3 do 0.202 h−1; k dla quercetin z 2.81×10−2 do 0.375 h−1), a podwyższenie temperatury powyżej 37 °C znacznie zwiększa k (np. k dla fisetin do 0.490 h−1 przy 65 °C; k dla quercetin do 1.42 h−1 przy 65 °C).[24]
Dodatki białkowe mogą ograniczać degradację: wraz z dodaniem białka mierzone wartości k maleją, w tym k dla fisetin spada z 3.58×10−2 do zakresów sięgających 1.76×10−2 h−1, a k dla quercetin spada z 7.99×10−2 do zakresów sięgających 3.80×10−2 h−1.[24]
Z mechanistycznego punktu widzenia niestabilność chemiczna związków z grupy flavonoid jest przypisywana grupom hydroksylowym i niestabilnej strukturze pironu, a stabilizacja przez białka jest przypisywana głównie oddziaływaniom hydrofobowym (przy czym SDS zakłóca stabilizację), natomiast udział wiązań wodorowych został wskazany jako wymagający przyszłych analiz ilościowych.[24]
Dla quercetin przy 90 °C w warunkach bliskich obojętnym, kinetyka degradacji wykazuje silny wpływ pH: k wzrasta około pięciokrotnie od pH 6.5 do 7.5, i wykrywane są pośrednie produkty utleniania, takie jak quercetin quinone, a typowe produkty końcowe obejmują protocatechuic acid (PCA) oraz phloroglucinol carboxylic acid (PGCA).[22]
Opis mechanistyczny przypisuje pierwszą mierzalną stratę przy 370 nm konwersji quercetin w quinone i sugeruje, że rozszczepienie szkieletu quinone prowadzi do powstania prostszych związków fenolowych o ograniczonej absorbancji, podczas gdy deprotonowanie w środowisku zasadowym przyspiesza utlenianie, wpływając na strukturę o-diphenol pierścienia C i pierścienia B.[22]
W układach o wysokiej temperaturze (150 °C) degradacja i utlenianie quercetin przebiegają szybko, przy czym raportowane stałe szybkości wynoszą 0.253 h−1 w azocie i 0.868 h−1 w tlenie oraz wykazują silne przyspieszenie (7.17 h−1) w tlenie z dodatkiem cholesterol; doświadczalnie strata quercetin wzrasta z 7.9% w 10 min (N₂) do 20.4% w 10 min (O₂), podczas gdy w układzie cholesterol + tlen zawartość quercetin spada do pozostałych 10.9% po 10 min.[26]
Analiza termiczna wskazuje ponadto, że quercetin wykazuje mały pik endotermiczny w zakresie 90–135 °C związany z niewielką utratą masy (0.86 ± 0.33 wt.%), rozkład rozpoczyna się przy 230 °C, a wyraźny efekt endotermiczny DSC przy 303 °C nakłada się na rozkład; uważa się, że wiązania wodorowe zarówno ograniczają zachowanie podobne do topnienia, jak i ułatwiają rozkład poprzez osłabianie wiązań chemicznych.[9]
W przypadku rutin (glikozydu quercetin) i jej estrów kwasów tłuszczowych, TGA wskazuje, że rutin jest stabilna termicznie do 240 °C, podczas gdy estry wykazują niższe początkowe temperatury degradacji (217–220 °C) i większą utratę masy w głównym etapie, a energie aktywacji zmieniają się wraz ze stopniem konwersji od 65 do 246 kJ·mol−1.[8]
4.4 Curcuminoids
Degradacja curcumin jest silnie zależna od pH i obejmuje szlaki oksydacyjne w wielu warunkach wodnych, podczas gdy rozkład termiczny i interakcje formulacyjne mogą przesuwać początek degradacji oraz pozorne parametry kinetyczne.[10, 18, 32]
Wykazano, że w mieszaninach buforu i metanolu w temperaturze 37 °C degradacja curcumin przebiega zgodnie z kinetyką pierwszego rzędu, gdzie k_obs gwałtownie wzrasta wraz ze wzrostem pH (np. 3.2×10−3 h−1 przy pH 7.0 wobec 693×10−3 h−1 przy pH 12.0), podczas gdy przy pH 5.0 curcumin wykazuje stabilność w opisywanych doświadczeniach.[10]
Przy pH 8.0 analiza Arrheniusa pozwala uzyskać (E_a)=79.6±2.2 kJ·mol−1, a ekstrapolacja do buforu wodnego sugeruje szybki rozkład w warunkach utleniających (k_obs 280×10−3 h−1, t_(1/2)=2.5 h).[10, 32]
Nanoformulacje micelarne drastycznie spowalniają degradację: w micelach polimerowych oraz micelach Triton X-100 przy pH 8.0 i w temperaturze 37 °C raportowane wartości k_obs spadają do odpowiednio 0.9×10−3 i 0.6×10−3 h−1, z okresami półtrwania wynoszącymi 777 ± 87 h i 1100 ± 95 h, co według doniesień stanowi wartości ~300–500 razy wyższe niż dla wolnego curcumin w buforze wodnym.[10]
Pod względem mechanistycznym w analizowanej pracy wykazano, że degradacja curcumin nie zachodzi na drodze hydrolitycznego rozrywania łańcucha, lecz poprzez utlenianie prowadzące do powstania bicyclopentadione jako produktu końcowego, przy czym degradacja 1 mol curcumin wiąże się ze zużyciem 1 mol O₂, a pierwszym etapem jest deprotonacja grup hydroksylowych przy pH powyżej 7.0.[10]
Osobne badanie stabilności o znaczeniu dla przewodu pokarmowego (GI) wskazuje na pozorną kinetykę pierwszego rzędu o wysokiej liniowości (r² > 0.95) i określa energie aktywacji (w kcal·mol−1), które różnią się w zależności od środowiska (są wyższe przy pH 7.4 niż w 0.1 N HCl), a także wykazuje, że po 12 h w temperaturze 37 °C ponad 80% pozostało w 0.1 N HCl, ale odpowiednio tylko 57% i 47% pozostało w buforach fosforanowych o pH 6.8 i 7.4.[11]
W wysokich temperaturach (180 °C) doświadczenia związane z prażeniem wykazują skrajną termolabilność, przy czym po 5 minutach pozostaje zaledwie 30% początkowej ilości curcumin, a interpretacja mechanistyczna wiąże rozszczepienie oksydacyjne z udziałem produktu pośredniego w postaci ferulic acid oraz etapem dekarboksylacji przyspieszanym przez kontakt z powietrzem i wyższe temperatury.[33]
Badania rozkładu termicznego curcumin oraz układów polimerowych zawierających curcumin w atmosferze azotu wykazują złożone zachowanie: rozkład surowego curcumin rozpoczyna się wokół 240 °C, podczas gdy wprowadzenie curcumin do mieszanin PGA/PCL przesuwa maksimum degradacji PGA w kierunku niższych temperatur (np. z 372 °C dla czystej mieszaniny do 327 °C przy 5% zawartości curcumin), co sugeruje, że wprowadzenie curcumin może obniżyć stabilność termiczną matrycy.[18]
To samo badanie skoncentrowane na polimerach odnosi te wyniki do znaczenia technologicznego, stwierdzając, że przetwórstwo w stanie stopionym wymaga zagwarantowania zarówno stabilności chemicznej matrycy polimerowej, jak i aktywności biologicznej wprowadzonych leków, a przetwarzanie PGA lub mieszanin PGA/PCL z curcumin powinno być prowadzone w możliwie najniższej temperaturze, aby zapobiec degradacji PGA.[18]
Stabilizację curcumin w warunkach emulgowania z użyciem wysokich sił ścinających określono ilościowo również w emulsjach Pickeringa przygotowanych przy użyciu miksera o wysokim ścinaniu przy 22,000 rpm przez 2 min: przechowywanie w temperaturze 20 °C w ciemności wykazuje, że w nieenkapsulowanej mieszaninie curcumin z olejem około połowa curcumin ulega degradacji po 6 dniach, a tylko 20% pozostaje po 16 dniach, podczas gdy układ emulsji Pickeringa zachowuje ~50% po 16 dniach i wydłuża okres półtrwania z 13 dni do 28 dni.[1]
W warunkach ekspozycji na promieniowanie UV (6 W, 365 nm) ten sam układ wykazuje ~50% degradacji po 9 h i zaledwie 20% pozostałości po 24 h w przypadku mieszaniny olejowej, podczas gdy emulsja Pickeringa zachowuje ~70% po 9 h i ~45% po 24 h oraz wydłuża okres półtrwania (dla 50% ubytku) z ~13 h do ~27 h.[1]
4.5 Tabela podsumowująca
Poniższa tabela konsoliduje reprezentatywne parametry kinetyczne i termodynamiczne raportowane dla różnych klas związków, ze szczególnym uwzględnieniem wartości najbardziej przydatnych do modelowania procesów.
| Związek lub układ | Warunki | Parametr kinetyczny lub termodynamiczny | Uwagi do modeli procesowych |
|---|---|---|---|
| NRCl | Bufory wodne (pH 2.0, 5.0, 7.4), model Arrheniusa | (E_a)=75.4±2.9 (pH 2.0), 76.9±1.1 (pH 5.0), 82.8±4.4 kJ·mol−1 (pH 7.4)[4] | Wspiera modelowanie przyspieszone temperaturą oraz określanie przestrzeni projektowej zależnej od pH[4] |
| NRCl | DSC i qNMR (ogrzewanie na sucho) | Początek topnienia w DSC 120.7 ± 0.3 °C; pik egzotermiczny rozkładu 130.8 ± 0.3 °C[4]; degradacja 55% przy 125 °C i 98% przy 130 °C[4] | Wskazuje na wąskie bezpieczne okno operacyjne dla procesów w stanie stałym prowadzonych w podwyższonej temperaturze w pobliżu punktu topnienia[4] |
| NRH | Woda DI w 25 °C, powietrze vs N₂ | k=1.27×10−7 s−1 (powietrze; t_(1/2)=63 d) vs 5.90×10−8 s−1 (N₂; t_(1/2)=136 d)[5] | Kontrola poziomu tlenu może w przybliżeniu dwukrotnie wydłużyć okres półtrwania w badanych warunkach[5] |
| NMN | Roztwór wodny, temperatura pokojowa | Pozorny pierwszego rzędu: lg(C_t)=0.0057t+4.8172; t_(0.9)=95.58 h; t_(1/2)=860.26 h[27] | Umożliwia oszacowanie utraty aktywności podczas etapów przetrzymywania w środowisku wodnym[27] |
| trans-Resveratrol | Zależność od pH | Okres półtrwania 329 d przy pH 1.2 vs 3.3 min przy pH 10[12] | Wymagana ścisła kontrola pH podczas procesów w środowisku wodnym oraz badania uwalniania[12] |
| trans-Resveratrol | pH 7.4 Arrhenius | (E_a)=84.7 kJ·mol−1[12] | Stosowany do modelowania w umiarkowanych temperaturach; zaleca się ostrożność w przypadkach, gdy w matrycach dochodzi do odstępstw od równania Arrheniusa[7, 12] |
| Resveratrol tablets | 25–40 °C, 60–75% RH | k=0.07140, 0.1937, 0.231 months−1 (25, 30, 40 °C)[7] | Wykazuje odstępstwa od modelu Arrheniusa (zachowanie super-Arrheniusowskie), co ogranicza ekstrapolację wyników badań przyspieszonych[7] |
| Fisetin, quercetin | Bufor fosforanowy | Wzrost pH 6.0→7.5 zwiększa k 24× (fisetin) i 12× (quercetin)[24] | Podkreśla wrażliwość na pH podczas operacji jednostkowych w środowisku wodnym[24] |
| Curcumin | pH 8.0, Arrhenius | (E_a)=79.6±2.2 kJ·mol−1[10] | Przydatne do przewidywania wrażliwości na temperaturę w środowiskach obojętnych i zasadowych[10] |
| Curcumin in micelles | pH 8.0, 37 °C | t_(1/2)=777±87 h i 1100±95 h (micele) vs 2.5 h (wolny bufor wodny)[10] | Obrazuje stopień stabilizacji uzyskiwany dzięki formulacji na etapach przetrzymywania i etapach procesowych[10] |
5. Operacje jednostkowe o wysokim poziomie ścinania
Produkcja o wysokim ścinaniu naraża związki termolabilne na pola naprężeń mechanicznych, które mogą zwiększać temperaturę, transfer tlenu i powierzchnię międzyfazową, wpływając w ten sposób zarówno na kinetykę reakcji, jak i dominujące mechanizmy, szczególnie w przypadku substancji bioaktywnych wrażliwych na tlen i pH.[13, 14, 17]
5.1 Przetwórstwo w stanie stopionym
Przetwórstwo w stanie stopionym jest podkreślane w układach polimer-lek jako scenariusz, w którym należy zachować zarówno stabilność polimeru, jak i aktywność leku, przy czym wyraźnie stwierdza się, że przetwórstwo w stanie stopionym implikuje konieczność zagwarantowania stabilności chemicznej matrycy polimerowej oraz aktywności biologicznej wprowadzonych leków.[18]
W układzie PGA/PCL–curcumin wprowadzenie curcumin niekorzystnie wpływa na stabilność termiczną PGA, a autorzy zalecają prowadzenie procesu w możliwie najniższej temperaturze, aby zapobiec degradacji PGA, łącząc charakterystykę stabilności termicznej z projektowaniem procesu.[18]
5.2 Homogenizacja wysokociśnieniowa i mikrofluidyzacja
Homogenizacja wysokociśnieniowa poddaje płyny wysokim naprężeniom mechanicznym podczas ich przepływu przez zawór z wąską szczeliną; w dyszy płyn jest poddawany działaniu sił ścinających, a dodatkowe zjawiska, takie jak kawitacja, turbulencja, zderzenia i uderzenia, przyczyniają się do efektów ścinania.[14]
HPH działa przy podwyższonych ciśnieniach powyżej 100 MPa i może generować ciśnienia do 400 MPa, a zastosowane ciśnienie, liczba cykli/przejść oraz temperatura wlotowa są opisywane jako kluczowe czynniki wpływające na ekstrakcyjność i stabilność fitozwiązków.[14]
Ilościowo, przegląd dotyczący HPH donosi o przykładowych zmianach składu, takich jak stopniowy spadek zawartości L-ascorbic acid (1.7%, 4.6%, 10.7%) przy 100, 200, 300 MPa oraz spadek zawartości polyphenol (np. 10.6%, 6.0%, 1.4%) w soku jabłkowym przy 100, 200, 300 MPa, co ilustruje, że poziom ciśnienia może korelować ze stratami związków wrażliwych na utlenianie w zależności od matrycy i aktywności enzymatycznej.[14]
W skali recepturowej mikrofluidyzacja umożliwia otrzymywanie stabilnych emulsji o określonej ilościowo retencji phenolics: dla emulsji W/O/W optymalne warunki mikrofluidyzacji określono jako 148 MPa i siedem cykli, co pozwoliło uzyskać krople o wielkości 105.3 ± 3.2 nm i PDI 0.233 ± 0.020, a po 35 dniach retencja phenolics wynosiła 68.6% przy zachowaniu aktywności antyoksydacyjnej na poziomie 89.5%.[2]
Osobne badanie nad kapsułkowaniem opisuje połączone podejście polegające na wysokim ścinaniu i mikrofluidyzacji: dyspersje liposomowe homogenizowano przy 9500 rpm przez 10 min, a następnie przepuszczano pięciokrotnie przez mikrofluidyzator przy 25,000 psi przed suszeniem rozpyłowym, co pokazuje, że sekwencje realne w warunkach przemysłowych mogą łączyć ścinanie z późniejszym suszeniem termicznym.[3]
Przeglądy dotyczące homogenizacji ultra-wysokociśnieniowej (UHPH) kładą nacisk na ekstremalne ścinanie i uderzenia wewnątrz zaworu, przy raportowanych warunkach takich jak pompowanie płynów pod ciśnieniem powyżej 200 MPa (zazwyczaj 300 MPa) i czasem przebywania w zaworze poniżej 0.2 s przy prędkości Mach 3, oraz z nanofragmentacją mikroorganizmów, koloidów i biopolimerów do 100–500 nm.[34]
5.3 Mieszanie o wysokim ścinaniu
Mieszanie o wysokim ścinaniu jest często stosowane jako etap wstępnej emulgacji lub dyspersji i samo w sobie może powodować znaczne wzrosty temperatury i środowisko utleniające, wpływając tym samym na degradację jeszcze przed operacjami na dalszych etapach procesu.[13]
W modelu napoju homogenizacja o wysokim ścinaniu przez 10 min przy rosnących prędkościach obrotowych powodowała wzrost temperatury na wylocie (od 4.1 ± 0.7 °C przy 0 rpm do 41 ± 1.2 °C przy 20,000 rpm) i wiązała się ze znaczną stratą ascorbic-acid (spadek o 42.6% przy 20,000 rpm).[13]
W układzie emulsji Pickeringa z curcumin, do tworzenia emulsji zastosowano mieszanie o wysokim ścinaniu przy 22,000 rpm przez 2 min, po czym ilościowo określono poprawę stabilności poprzez wolniejszą degradację i wydłużony okres półtrwania zarówno podczas przechowywania, jak i pod wpływem promieniowania UV, łącząc strukturyzację międzyfazową wywołaną wysokim ścinaniem z wynikami stabilności chemicznej.[1]
5.4 Mielenie mechanochemiczne
Przetwórstwo mechanochemiczne (np. mielenie kulowe) może prowadzić do powstawania amorficznych dyspersji stałych i zmieniać stabilność poprzez zmianę stanu skupienia ciała stałego, mieszanie na poziomie molekularnym oraz umożliwianie silnych oddziaływań międzycząsteczkowych, takich jak wiązania wodorowe.[15]
Dla fisetin ASDs i układów inkluzyjnych, mielenie prowadzono w temperaturze pokojowej z częstotliwością 30 Hz i przez czas 20 min, a następnie wykonano analizę TG/DSC w atmosferze azotu w celu ilościowego określenia stabilności termicznej i zachowania Tg.[15]
5.5 Suszenie rozpyłowe
Suszenie rozpyłowe jest opisywane jako jedna z najczęściej stosowanych technik otrzymywania suszonych ekstraktów roślinnych, a wysokie temperatury podczas suszenie rozpyłowego mają mieć potencjalnie szkodliwy wpływ na termolabilne (poly)phenols.[3, 20]
W jednym z badań nad kapsułkowaniem polyphenol, suszenie rozpyłowe prowadzono przy temperaturze powietrza wlotowego 150 ± 5 °C i temperaturze wylotowej 90 ± 5 °C, przy czym autorzy stwierdzają, że ilość (poly)phenols spadła z powodu ekspozycji na tlen i ciepło podczas suszenia rozpyłowego, co uzasadnia kapsułkowanie w celu zachowania właściwości funkcjonalnych.[3]
W badaniu preformulacyjnym ekstraktu oceniano wpływ warunków procesu suszenia rozpyłowego (temperatura wlotowa, natężenie przepływu zasilania, stosunek colloidal silicon dioxide) na parametry wyjściowe, a do określenia parametrów kinetycznych rozkładu, w tym rzędu reakcji, czasu rozkładu frakcji i stałej szybkości, zastosowano metody Arrheniusa.[20]
5.6 Tabela podsumowująca
Poniższa tabela podsumowuje profile naprężeń oraz przykładowe ilościowe skutki raportowane dla operacji jednostkowych, które wiążą się z wysokim ścinaniem i/lub intensywną ekspozycją termiczną.
| Operacja jednostkowa | Raportowane wskaźniki naprężeń | Przykłady ilościowe w uwzględnionych źródłach | Konsekwencje dla termolabilnych substancji czynnych |
|---|---|---|---|
| Mieszanie o wysokim ścinaniu | Prędkość obrotowa; wzrost temperatury wraz z prędkością[13] | Temperatura na wylocie wzrasta do 41 ± 1.2 °C przy 20,000 rpm (10 min)[13]; zawartość ascorbic acid obniżona o 42.6% przy 20,000 rpm[13] | Nagrzewanie wywołane ścinaniem może współstymulować utlenianie i degradację termiczną nawet bez zewnętrznego ogrzewania[13] |
| Homogenizacja wysokociśnieniowa | Ciśnienie >100 MPa; ścinanie w zaworze; kawitacja/turbulencja[14] | Raportowane spadki polyphenol pod wpływem 100–300 MPa w sokach (np. 10.6% przy 100 MPa w soku jabłkowym)[14] | Wymaga kontroli temperatury wlotowej, liczby przejść, tlenu oraz aktywności enzymatycznej w celu ograniczenia strat wywołanych utlenianiem[14] |
| Mikrofluidyzacja | Ciśnienie i liczba cykli[2] | 148 MPa i siedem cykli pozwala uzyskać krople ~105 nm; retencja phenolics na poziomie 68.6% po 35 d przechowywania[2] | Umożliwia tworzenie systemów kapsułkowania o małym rozmiarze kropel, które mogą chronić phenolics podczas przechowywania i potencjalnie na dalszych etapach przetwarzania[2] |
| UHPH | >200 MPa (zazwyczaj 300 MPa); ekstremalne ścinanie/uderzenia; czas przebywania w zaworze <0.2 s; lokalna temperatura w zaworze często >75 °C[34] | Stwierdzono nanofragmentację do 100–500 nm[34] | Ekstremalnie krótki czas przebywania może ograniczać degradację termiczną małych cząsteczek pomimo lokalnego nagrzewania, lecz efekty ścinania/utleniania muszą być walidowane dla każdego związku z osobna[34] |
| Mielenie mechanochemiczne | Częstotliwość i czas; amorfizacja i tworzenie oddziaływań[15] | 30 Hz przez 20 min pozwoliło uzyskać fisetin ASDs z mierzalnymi wartościami Tg i dowodami na powstawanie wiązań wodorowych[15] | Może tworzyć stany amorficzne, które zmieniają stabilność; Tg staje się kluczowym parametrem kontrolnym podczas przechowywania/przetwórstwa[15] |
| Suszenie rozpyłowe | Temperatury wlotowe/wylotowe; ekspozycja na tlen/ciepło[3] | Zastosowano temperaturę wlotową 150 ± 5 °C i wylotową 90 ± 5 °C dla kapsułkowanych ekstraktów w proszku[3] | Ekspozycja termiczna i oksydacyjna może obniżać zawartość (poly)phenols; kapsułkowanie ochronne może poprawić retencję i biodostępność[3] |
6. Zintegrowane modele stabilność–proces
Uwzględnione źródła dostarczają elementów budulcowych dla zintegrowanego schematu predykcyjnego, w którym parametry stabilności są obliczane na podstawie historii termicznej operacji jednostkowych oraz mikrośrodowiska fizykochemicznego (pH, tlen, aktywność wody), przy jednoczesnym uwzględnieniu termodynamicznych progów przejścia fazowego.[4, 14]
6.1 Mapowanie czas–temperatura–ścinanie
Praktyczne podejście do mapowania może wykorzystywać parametry kinetyczne (k, (E_a), okres półtrwania) wraz z mierzonymi lub szacowanymi profilami czas–temperatura operacji jednostkowych w celu obliczenia oczekiwanego stopnia konwersji, przy jednoczesnym zastosowaniu progów przejścia fazowego (Tg, początek topnienia, początek rozkładu) jako wartości granicznych, które mogą zmieniać mechanizmy reakcji lub zwiększać ich szybkość.[4, 15]
Na przykład, model pseudo-pierwszego rzędu w fazie ciekłej dla NRCl można sparametryzować przy użyciu energii aktywacji Arrheniusa (75.4–82.8 kJ·mol−1) oraz obserwacji, że wzrost temperatury o 10 °C w przybliżeniu podwaja k_obs, co pozwala na ekstrapolację wyników z walidowanych badań buforowych na krótkotrwałe odchylenia termiczne w skali produkcyjnej.[4]
W przypadku curcumin, wrażliwość na temperaturę można sparametryzować przy użyciu (E_a)=79.6±2.2 kJ·mol−1 przy pH 8.0 oraz opisanego silnego wpływu pH na k_obs, co łącznie umożliwia prognozowanie strat podczas etapów przetrzymywania w roztworze wodnym lub emulgowania w podwyższonej temperaturze, gdzie lokalne pH ma odczyn obojętny do zasadowego.[10]
Dla trans-resveratrol, gwałtowny spadek okresu półtrwania wywołany zmianą pH (od setek dni do kilku minut wraz ze wzrostem pH) oznacza, że na stabilność podczas procesów technologicznych dominujący wpływ może mieć pH mikrośrodowiska, a nie ogólna temperatura układu, a modelowanie Arrheniusa przy pH 7.4 może być stosowane dla ekspozycji na umiarkowane temperatury z (E_a)=84.7 kJ·mol−1.[12]
6.2 QbD i przestrzeń projektowa
Interpretacja zgodna z podejściem Quality-by-design jest wspierana przez badania, które bezpośrednio oceniają, jak parametry procesu i matryce formulacji modyfikują mechanizmy degradacji, w tym doniesienia, że badania przyspieszone mogą nie pozwalać na dokładne przewidzenie okresu trwałości w przypadku wystąpienia zachowań typu non-Arrhenius lub efektów matrycowych.[7, 29]
W przypadku tabletek z resveratrol, wniosek, że podejścia oparte na równaniu Arrheniusa mogą przeszacowywać stopień degradacji w badaniach przyspieszonych, skłania do definiowania przestrzeni projektowych przy użyciu zarówno zrozumienia mechanistycznego, jak i danych wielotemperaturowych, zamiast opierania się na pojedynczym punkcie badań przyspieszonych.[7, 29]
W przypadku suszonych rozpyłowo układów markerów typu flavonoid, w piśmiennictwie bezpośrednio wskazuje się na wpływ substancji pomocniczych na rząd kinetyki reakcji oraz wartości czasu do osiągnięcia określonego ułamka rozkładu, co oznacza, że skład formulacji stanowi integralną część przestrzeni projektowej stabilności, a nie jedynie stałe tło.[20]
6.3 PAT i specyficzność analityczna
Dokładne monitorowanie procesu wymaga specyficzności analitycznej, ponieważ produkty degradacji mogą zakłócać prostsze metody spektroskopowe, szczególnie w przypadku polyphenols.[12]
W przypadku trans-resveratrol, specyficzność metod HPLC i UPLC została potwierdzona w badaniach, podczas gdy spektroskopia UV/VIS dawała fałszywie zawyżone wyniki stężeń trans-resveratrol w warunkach braku stabilności (zasadowe pH, światło, podwyższona temperatura), co podkreśla konieczność stosowania metod wskazujących na stabilność w analityce procesowej.[12]
7. Strategie minimalizacji ryzyka
Podejścia mające na celu łagodzenie tych procesów, opisane w uwzględnionych źródłach, kładą nacisk na ograniczenie ekspozycji na znane czynniki przyspieszające degradację (ciepło, tlen, wysokie pH, UV) oraz stosowanie architektur formulacji, które zmniejszają mobilność molekularną, ekranują powierzchnie międzyfazowe lub umieszczają substancję czynną w mniej reaktywnych mikrośrodowiskach.[10, 13, 17]
7.1 Enkapsulacja i dyspersje
Enkapsulacja w układach micelarnych lub cząsteczkowych może znacząco stabilizować związki termolabilne poprzez ograniczenie kontaktu z wodą, tlenem i reaktywnymi formami oraz poprzez zmianę kwasowo-zasadowej dostępności kluczowych grup funkcyjnych.[1, 10]
W przypadku curcumin solubilizacja micelarna zmniejsza k_obs do 0.6–0.9×10−3 h−1 i wydłuża okres półtrwania do 777–1100 h, a stabilizację tę przypisuje się zapobieganiu deprotonacji grup hydroksylowych w obrębie hydrofobowego rdzenia miceli, co jest opisywane jako pierwszy etap degradacji.[10]
Emulsje Pickeringa stanowią barierę fizyczną: obecność gęstej bariery fizycznej na powierzchni międzyfazowej ma zapobiegać degradacji curcumin, a w ujęciu ilościowym układ tworzący barierę wydłuża okres półtrwania podczas przechowywania z 13 dni do 28 dni oraz okres półtrwania pod wpływem UV z ~13 h do ~27 h.[1]
Układy nośnikowe pochodne cyklodekstryn stanowią kolejną strategię: klatraty resveratrol–β-cyclodextrin wykazują zjawiska termiczne, w tym uwalnianie wody w pobliżu 50 °C oraz zjawiska degradacji w wyższych temperaturach, a wolne energie wiązania (np. −86 kJ·mol−1 według MM/PBSA) określają ilościowo silne oddziaływania inkluzyjne.[25]
Enkapsulacja resveratrol w nanogąbkach eliminuje jego endotermę topnienia DSC i zapewnia fotoochronę: wolny resveratrol wykazuje degradację na poziomie 59.7% w ciągu 15 min ekspozycji na UV, podczas gdy nanogąbki z resveratrol zapewniają około dwukrotnie większą ochronę, co jest spójne z faktem, że enkapsulacja zapobiega bezpośredniej ekspozycji na UV.[16]
Amorficzne dyspersje stałe mogą być projektowane metodą mielenia mechanochemicznego, a wiązania wodorowe między fisetin a grupami estrowymi Eudragit® zostały wyraźnie zidentyfikowane, co stanowi mechanistyczną podstawę mieszalności i zmienionej wartości Tg, mogącej stabilizować układ przed zależnymi od krystalizacji zmianami w zachowaniu podczas rozpuszczania.[15]
7.2 Dobór substancji pomocniczych i nośników
Dobór substancji pomocniczych może zmieniać mechanizmy kinetyczne i końcową stabilność, co wykazano w suszonych rozpyłowo układach ekstraktów roślinnych, gdzie rząd reakcji i czasy rozkładu frakcji różnią się w zależności od mieszanin substancji pomocniczych, co wskazuje na kinetykę degradacji zależną od substancji pomocniczych.[20]
Współskładniki białkowe mogą stabilizować flawonoidy poprzez oddziaływania hydrofobowe, obniżając wartości k dla fisetin i quercetin, a zaburzenie tych oddziaływań przez SDS wspiera interpretację, że wiązanie hydrofobowe jest kluczowym mechanizmem stabilizującym.[24]
7.3 Inżynieryjna kontrola procesów
Środki kontroli procesu ograniczające ekspozycję termiczną i kontakt z tlenem są bezpośrednio poparte wieloma zbiorami danych.[5, 18]
W przypadku NRCl dowody DSC/qNMR wskazują, że przekroczenie początku obszaru topnienia (~120–130 °C) może prowadzić do niezwykle szybkiej degradacji, co uzasadnia wprowadzenie rygorystycznych górnych granic temperatury i czasu przebywania w operacjach na ciele stałym prowadzonych w podwyższonej temperaturze.[4]
W przypadku NRH różnica między okresem półtrwania w powietrzu i w N2 w temperaturze 25 °C sugeruje, że inertyzacja i wykluczenie tlenu mogą mieć istotne znaczenie, a autorzy donoszą, że próbki pod poduszką N2 w temperaturze 4 °C nie wykazują wykrywalnej degradacji po 60 dniach, podczas gdy próbki przechowywane w temperaturze 4 °C w powietrzu wykazują degradację na poziomie ~10%.[5]
W przypadku homogenizacji ścinającej, bezpośrednia obserwacja, że zwiększanie rpm podnosi temperaturę na wylocie i wiąże się z większą stratą wrażliwego na utlenianie ascorbic acid, wspiera stosowanie rozwiązań inżynieryjnych ograniczających nagrzewanie wywołane ścinaniem (np. płaszcze chłodzące, krótsze czasy mieszania, dozowanie etapowe).[13]
W przypadku suszenia rozpyłowego twierdzenie, że ekspozycja na tlen i ciepło powoduje spadek zawartości (poly)phenols, a wysokie temperatury mogą być szkodliwe dla termolabilnych związków fenolowych, uzasadnia takie decyzje, jak obniżenie temperatury na wylocie, gdy jest to wykonalne, oraz zastosowanie enkapsulacji w celu zmniejszenia wrażliwości na utlenianie i temperaturę.[3]
7.4 Przeciwutleniacze i kontrola poziomu tlenu
Strategie stosowania przeciwutleniaczy i kontroli poziomu tlenu są mechanistycznie poparte w zbiorach danych dotyczących polyphenol.[12, 22]
W przypadku quercetin w temperaturze 90 °C przeciwutleniacze takie jak cysteine zmniejszają wartość k, przy czym 200 µmol·L−1 cysteine powoduje zmniejszenie k o ~43% w porównaniu z próbą kontrolną, a interpretacja mechanistyczna uwzględnia stabilizację chinonu quercetin i efekty wygaszania rodników.[22]
W przypadku trans-resveratrol bezpośrednio wskazano, że tlen promuje reakcje rodnikowe prowadzące do degradacji, co uzasadnia stosowanie obojętnej atmosfery procesowej lub barier tlenowych, tam gdzie jest to wykonalne, podczas procesów wodnych w środowisku zasadowym/obojętnym.[12]
W układach liposomowych resveratrol według doniesień ogranicza utlenianie stigmasterol poprzez neutralizację wolnych rodników oraz wbudowuje się w dwuwarstwy lipidowe, zwiększając ich sztywność i zmniejszając przepuszczalność dla tlenu oraz czynników utleniających, co tym samym zwiększa stabilność termiczną i oksydacyjną układu.[35]
8. Dyskusja
W całej syntetyzowanej tutaj bazie dowodowej najsilniejszym wzorcem ilościowym jest to, że mikrośrodowisko chemiczne (pH, tlen, obecność wody) może dominować nad wynikami stabilności nawet w umiarkowanych temperaturach, a kilka substancji bioaktywnych wykazuje wyraźne nieciągłości stabilności przy określonych progach przejścia termicznego.[4, 5, 12]
Dla prekursorów NAD+, zbiór danych NRCl wskazuje na podwójny reżim: w roztworze wodnym hydrolizę pseudo-pierwszego rzędu można modelować za pomocą energii aktywacji Arrheniusa i w przybliżeniu dwukrotnego wzrostu szybkości reakcji na każde 10 °C, podczas gdy w stanie stałym wąski zakres wokół 120–130 °C odpowiada topnieniu, po którym natychmiast następuje szybki rozkład.[4]
W przypadku resveratrol dominujące ryzyko procesowe wynika z wrażliwości na pH: okres półtrwania gwałtownie spada z długiego czasu w kwaśnym pH do zaledwie minut przy wysokim pH, podczas gdy tlen promuje reakcje rodnikowe, co wskazuje, że operacje o wysokim ścinaniu, które zwiększają transfer tlenu i lokalną zasadowość, mogą być nieproporcjonalnie szkodliwe, nawet jeśli ogólna temperatura pozostaje umiarkowana.[12]
W przypadku flawonoidów, utlenianie poprzez chinonowe produkty pośrednie oraz zależne od pH mechanizmy deprotonacji (quercetin) łączą się z utlenianiem wysokotemperaturowym i sprzęganiem rodnikowo-łańcuchowym (np. tlen plus cholesterol), co sugeruje, że preparaty zawierające lipidy oraz ekspozycja na tlen mogą silnie potęgować ścieżki strat oksydacyjnych.[22, 26]
W przypadku curcumin istnieje rozbieżność mechanistyczna między koncepcjami opartymi na hydrolizie (w niektórych badaniach nad buforami żołądkowo-jelitowymi) a koncepcjami opartymi na autooksydacji (w badaniach skupionych na micelach), jednak obie zbiegają się w kwestii silnego wpływu pH oraz ochronnej roli mikrośrodowisk hydrofobowych i ograniczenia dostępu tlenu.[11, 32]
Na poziomie operacji jednostkowych procesy o wysokim ścinaniu mogą działać przede wszystkim jako pośrednie czynniki przyspieszające poprzez generowanie ciepła i zwiększanie podatności na utlenianie; zostało to bezpośrednio wykazane w homogenizacji o wysokim ścinaniu, gdzie prędkość obrotowa zwiększa temperaturę na wylocie i współwystępuje z oksydacyjną stratą ascorbic acid.[13]
HPH/UHPH wprowadzają dodatkową złożoność, ponieważ obszar zaworu wywołuje ekstremalne siły ścinające, kawitację i turbulencje oraz może generować wysokie temperatury lokalne, choć czasy przebywania mogą być bardzo krótkie (np. <0.2 s w opisach UHPH), co oznacza, że efekty chemiczne mogą zależeć od tego, czy rozkład jest kontrolowany przez szybkie procesy rodnikowe, etapy ograniczone dyfuzją, czy też wolniejsze etapy aktywacji termicznej.[14, 34]
Wreszcie, kilka źródeł podkreśla, że modelowanie stabilności musi być mechanistycznie zweryfikowane w odpowiedniej matrycy: dane dla tabletek z resveratrol wykazują zachowanie nie-Arrheniusowskie oraz efekty matrycowe, które ograniczają ogólną ekstrapolację Arrheniusa z testów przyspieszonych, a markery suszonych rozpyłowo ekstraktów roślinnych wykazują zależne od substancji pomocniczych rzędy kinetyki i czasy rozkładu frakcyjnego.[7, 20]
9. Wnioski
Ilościowe termodynamiczne markery przejścia (DSC/TGA) oraz kinetyka degradacji (k, t_(1/2), (E_a), energie aktywacji zależne od stopnia konwersji) stanowią istotną z punktu widzenia procesu podstawę do projektowania warunków wytwarzania, które pozwalają zachować aktywność termolabilnych związków longevity i powiązanych substancji bioaktywnych.[4, 8, 9]
W przypadku prekursorów NAD+, NRCl wykazuje wąskie okno przetwarzania termicznego w pobliżu temperatury topnienia, po którym następuje szybki rozkład, podczas gdy kinetyka w środowisku wodnym wykazuje zależne od pH zachowanie pseudo-pierwszorzędowe z energiami aktywacji na poziomie 75–83 kJ·mol−1, które mogą posłużyć do parametryzacji modeli ekspozycji termicznej.[4]
W przypadku resveratrolu dominującymi zmiennymi są pH i tlen, przy czym okres półtrwania drastycznie spada z setek dni w kwaśnym pH do zaledwie minut w wysokim pH, a matryce formulacyjne mogą prowadzić do zachowań nie-Arrheniusowskich, co komplikuje ekstrapolację badań przyspieszonych.[7, 12]
W przypadku flavonoids i curcuminoids ścieżki utleniania (pośrednie formy quinone dla quercetin; autooksydacja dla curcumin) uzasadniają kontrolę poziomu tlenu i stosowanie strategii hydrofobowej enkapsulacji, co do których wykazano ilościowo, że wydłużają okres półtrwania o rzędy wielkości w układach micelarnych oraz w sposób znaczący w emulsjach Pickeringa wytwarzanych przy użyciu mieszania o wysokim ścinaniu (high-shear mixing).[1, 10, 22, 32]
W przypadku operacji jednostkowych o wysokim ścinaniu, dostępne dowody wskazują, że ścinanie może podwyższać temperaturę i promować utlenianie (high-shear mixing), a zaworowe procesy wysokociśnieniowe generują ekstremalne ścinanie i kawitację, gdzie ciśnienie, liczba przejść oraz temperatura wlotowa stanowią kluczowe zmienne stresowe; wnioski te wspierają wdrażanie mapowania parametrów czas–temperatura–ścinanie oraz PAT przy użyciu analiz wskazujących na stabilność (stability-indicating analytics).[12–14]
Konflikt interesów
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.[20]
